Дозозалежні зміни біомаркерів окиснення ліпідів та білків у м’язовій тканині райдужної форелі (oncorhynchus mykiss walbaum) після інкубації in vitro з екстрактами чистотілу великого (chelidonium majus l.)

Завантажити PDF

DOI: 10.32900/2312-8402-2022-128-21-35

Стефановський Н.,
Ткаченко Г.,
Кургалюк Н.,
Інститут біології та наук про Землю, Поморська Академія в Слупську, Польша,
Аксьонов Є.,
Інститут тваринництва НААН, Україна

Ключові слова: райдужна форель (Oncorhynchus mykiss Walbaum), м'язова тканина, окиснювальний стрес, реактивні речовини, що взаємодіють з 2-тіобарбітуровою кислотою (TBARS), альдегідні та кетонові похідні окиснювально-модифікованих білків (ОМР)

Відповідно до наших попередніх досліджень, ми продовжуємо оцінювати антиоксидантний потенціал представників родини Papaveraceae, зібраних у північній частині Польщі, на моделі м’язової тканини райдужної форелі. Тому у цьому дослідженні, для оцінки антиоксидантної активності екстрактів чистотілу великого використовували біомаркери окиснювального стресу [реактивні речовини, які взаємодіють з 2-тіобарбітуровою кислотою (TBARS), альдегідні та кетонові похідні окиснювально-модифікованих білків (OMP) та загальна антиоксидантна активність (TAC)]. У дослідженні використовували екстракти, отримані з стебел і коренів чистотілу великого (Chelidonium majus L., CM) у кінцевій дозі 5 мг/мл, 2,5 мг/мл, 1,25 мг/мл та 0,63 мг/мл. У цьому дослідженні in vitro використовували гомогенат м’язової тканини, отриманих з форелі. Як позитивний контроль використовували фосфатний буфер. Після інкубації суміші при 25°С протягом 120 хв при безперервному перемішуванні, проби використовували для біохімічних досліджень. Наші дослідження показали, що застосування екстрактів у кінцевій дозі 5 мг/мл та 2,5 мг/мл призводило до статистично істотного підвищення рівня біомаркерів перекисного окиснення ліпідів (рівня TBARS) у м’язовій тканині райдужної форелі. Кінцева доза екстракту 1,25 мг/мл викликала статистично істотне підвищення рівнів альдегідних і кетонових похідних OMP, що відображалося при вимірюванні рівнів ТАС. З іншого боку, використання екстрактів у кінцевій дозі 0,63 мг/мл, отриманих як з коренів, так і зі стебел СМ, призвело до статистично істотного зниження рівнів TBARS, а також альдегідних та кетонових похідних ОМР у м’язовій тканині райдужної форелі після інкубації in vitro. Порівняння цих результатів показало, що екстракти СМ можуть ефективно інгібувати продукцію окиснювально модифікованих білків шляхом поглинання вільних радикалів. Швидше за все, за цей ефект відповідальні вторинні метаболіти СМ, тобто поліфеноли. Скринінг видів родини Papaveraceae на інші види біологічної активності, у тому числі антиоксидантної, має важливе значення і може бути ефективним при пошуку профілактичних заходів у патогенезі деяких захворювань, а також при профілактиці та лікуванні деяких патологічних порушень у ветеринарії та медицині.

Бібліографічний список

  1. Balaban, R. S., Nemoto, S., & Finkel, T. (2005). Mitochondria, oxidants, and aging. Cell, 120(4), 483–495. https://doi.org/10.1016/j.cell.2005.02.001.
  2. Banerjee, A., Pathak, S., Biswas, S. J., Roy-Karmakar, S., Boujedaini, N., Belon, P., & Khuda-Bukhsh, A. R. (2010). Chelidonium majus 30C and 200C in induced hepato-toxicity in rats. Homeopathy: The Journal of the Faculty of Homeopathy, 99(3), 167–176. https://doi.org/10.1016/j.homp.2010.05.008.
  3. Berger, R. G., Lunkenbein, S., Ströhle, A., & Hahn, A. (2012). Antioxidants in food: mere myth or magic medicine?. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 52(2), 162–171. https://doi.org/10.1080/10408398.2010.499481.
  4. Birben, E., Sahiner, U. M., Sackesen, C., Erzurum, S., & Kalayci, O. (2012). Oxidative stress and antioxidant defense. The World Allergy Organization Journal, 5(1), 9–19. https://doi.org/10.1097/WOX.0b013e3182439613.
  5. Chen, A. F., Chen, D. D., Daiber, A., Faraci, F. M., Li, H., Rembold, C. M., & Laher, I. (2012). Free radical biology of the cardiovascular system. Clinical Science (London, England: 1979), 123(2), 73–91. https://doi.org/10.1042/CS20110562.
  6. Colombo, M. L., & Bosisio, E. (1996). Pharmacological activities of Chelidonium majus (Papaveraceae). Pharmacological Research, 33(2), 127–134. https://doi.org/10.1006/phrs.1996.0019.
  7. Daenen, K., Andries, A., Mekahli, D., Van Schepdael, A., Jouret, F., & Bammens, B. (2019). Oxidative stress in chronic kidney disease. Pediatric Nephrology (Berlin, Germany), 34(6), 975–991. https://doi.org/10.1007/s00467-018-4005-4.
  8. Dubinina, E. E., Burmistrov, S. O., Khodov, D. A., & Porotov, I. G. (1995). Okislitel’naia modifikatsiia belkov syvorotki krovi cheloveka, metod ee opredeleniia [Oxidative modification of human serum proteins. A method of determining it]. Voprosy Meditsinskoi Khimii, 41(1), 24–26. [in Russian].
  9. Galaktionova, L. P., Molchanov, A. V., El’chaninova, S. A., & Varshavskiĭ, B. I.a (1998). Sostoianie perekisnogo okisleniia u bol’nykh s iazvennoĭ bolezn’iu zheludka i dvenadtsatiperstnoĭ kishki [Lipid peroxidation in patients with gastric and duodenal peptic ulcers]. Klinicheskaia Laboratornaia Diagnostika, (6), 10–14. [in Russian].
  10. Gilca, M., Gaman, L., Panait, E., Stoian, I., & Atanasiu, V. (2010). Chelidonium majus – an integrative review: traditional knowledge versus modern findings. Complementary Medicine Research 17(5), 241–248. https://doi.org/10.1159/000321397.
  11. Huang, G., Mei, X., & Hu, J. (2017). The Antioxidant Activities of Natural Polysaccharides. Current Drug Targets, 18(11), 1296–1300. https://doi.org/10.2174/1389450118666170123145357.
  12. Jones, P. (2008). Radical-free biology of oxidative stress. American Journal of Physiology. Cell Physiology, 295(4), 849–C868. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00283.2008.
  13. Kamyshnikov, V. (2004). A reference book on the clinic and biochemical researches and laboratory diagnostics. MEDpress-inform, Moscow.
  14. Koriem, K. M., Arbid, M. S., & Asaad, G. F. (2013). Chelidonium majus leaves methanol extract and its chelidonine alkaloid ingredient reduce cadmium-induced nephrotoxicity in rats. Journal of Natural Medicines, 67(1), 159–167. https://doi.org/10.1007/s11418-012-0667-6.
  15. Levine, R. L., Garland, D., Oliver, C. N., Amici, A., Climent, I., Lenz, A. G., Ahn, B. W., Shaltiel, S., & Stadtman, E. R. (1990). Determination of carbonyl content in oxidatively modified proteins. Methods in enzymology, 186, 464–478. https://doi.org/10.1016/0076-6879(90)86141-h.
  16. Li, W., Huang, H., Niu, X., Fan, T., Hu, H., Li, Y., Yao, H., Li, H., & Mu, (2014). Tetrahydrocoptisine protects rats from LPS-induced acute lung injury. Inflammation, 37(6), 2106–2115. https://doi.org/10.1007/s10753-014-9945-7.
  17. Liochev, I. (2013). Reactive oxygen species and the free radical theory of aging. Free Radical Biology & Medicine, 60, 1–4. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2013.02.011.
  18. Locatelli, F., Canaud, B., Eckardt, K. U., Stenvinkel, P., Wanner, C., & Zoccali, C. (2003). Oxidative stress in end-stage renal disease: an emerging threat to patient outcome. Nephrology, Dialysis, Transplantation, 18(7), 1272–1280. https://doi.org/10.1093/ndt/gfg074.
  19. Lu, W., Shi, Y., Wang, R., Su, D., Tang, M., Liu, Y., & Li, Z. (2021). Antioxidant Activity and Healthy Benefits of Natural Pigments in Fruits: A Review. International Journal of Molecular Sciences, 22(9), 4945. https://doi.org/10.3390/ijms22094945.
  20. Lushchak, I. (2016). Contaminant-induced oxidative stress in fish: a mechanistic approach. Fish Physiology and Biochemistry, 42(2), 711–747. https://doi.org/10.1007/s10695-015-0171-5.
  21. Mazzanti, G., Di Sotto, A., Franchitto, A., Mammola, C. L., Mariani, P., Mastrangelo, S., Menniti-Ippolito, F., & Vitalone, A. (2009). Chelidonium majus is not hepatotoxic in Wistar rats, in a 4 weeks feeding experiment. Journal of Ethnopharmacology, 126(3), 518–524. https://doi.org/10.1016/j.jep.2009.09.004.
  22. Mikołajczak, P. Ł., Kędzia, B., Ożarowski, M., Kujawski, R., Bogacz, A., Bartkowiak-Wieczorek, J., Białas, W., Gryszczyńska, A., Buchwald, W., Szulc, M., Wasiak, N., Górska-Paukszta, M., Baraniak, J., Czerny, B., & Seremak-Mrozikiewicz, (2015). Evaluation of anti-inflammatory and analgesic activities of extracts from herb of Chelidonium majus L. Central-European Journal of Immunology, 40(4), 400–410. https://doi.org/10.5114/ceji.2015.54607.
  23. Moon, J. K., & Shibamoto, T. (2009). Antioxidant assays for plant and food components. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 57(5), 1655–1666. https://doi.org/10.1021/jf803537k.
  24. Neha, K., Haider, M. R., Pathak, A., & Yar, M. S. (2019). Medicinal prospects of antioxidants: A review. European Journal of Medicinal Chemistry, 178, 687–704. https://doi.org/10.1016/j.ejmech.2019.06.010.
  25. Nile, S. H., Wang, H., Nile, A., Lin, X., Dong, H., Venkidasamy, B., Sieniawska, E., Enkhtaivan, G., & Kai, G. (2021). Comparative analysis of metabolic variations, antioxidant potential and cytotoxic effects in different parts of Chelidonium majus Food and Chemical Toxicology, 156, 112483. https://doi.org/10.1016/j.fct.2021.112483.
  26. Park, J. E., Cuong, T. D., Hung, T. M., Lee, I., Na, M., Kim, J. C., Ryoo, S., Lee, J. H., Choi, J. S., Woo, M. H., & Min, B. S. (2011). Alkaloids from Chelidonium majus and their inhibitory effects on LPS-induced NO production in RAW264.7 cells. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters, 21(23), 6960–6963. https://doi.org/10.1016/j.bmcl.2011.09.128.
  27. Parveen, A., Akash, M. S., Rehman, K., & Kyunn, W. W. (2016). Recent Investigations for Discovery of Natural Antioxidants: A Comprehensive Review. Critical Reviews in Eukaryotic Gene Expression, 26(2), 143–160. https://doi.org/10.1615/CritRevEukaryotGeneExpr.2016015974.
  28. Petruk, G., Del Giudice, R., Rigano, M. M., & Monti, D. M. (2018). Antioxidants from Plants Protect against Skin Photoaging. Oxidative Medicine and Cellular Longevity, 2018, 1454936. https://doi.org/10.1155/2018/1454936.
  29. Pisoschi, A. M., Pop, A., Cimpeanu, C., & Predoi, G. (2016). Antioxidant Capacity Determination in Plants and Plant-Derived Products: A Review. Oxidative Medicine and Cellular Longevity, 2016, 9130976. https://doi.org/10.1155/2016/9130976
  30. Pryor, W. A., Houk, K. N., Foote, C. S., Fukuto, J. M., Ignarro, L. J., Squadrito, G. L., & Davies, K. J. (2006). Free radical biology and medicine: it’s a gas, man!. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology, 291(3), R491–R511. https://doi.org/10.1152/ajpregu.00614.2005.
  31. Schieber, M., & Chandel, N. S. (2014). ROS function in redox signaling and oxidative stress. Current Biology, 24(10), R453–R462. https://doi.org/10.1016/j.cub.2014.03.034.
  32. Stefanowski, N., Tkachenko, H., & Kurhaluk, N. (2021). Effects of extracts derived from roots and stems of Chelidonium majus on oxidative stress biomarkers in the model of equine plasma. Agrobiodiversity for Improving Nutrition, Health, and Life Quality, 5(2), 197–208. https://doi.org/10.15414/ainhlq.2021.0018.
  33. Stefanowski, N., Tkachenko, H., & Kurhaluk, N. (2021). Biomarkers of oxidative stress in the blood of rainbow trout after in vitro treatment by extracts derived from Chelidonium majus In Youth and Progress of Biology: Abstracts of XVIІ International Scientific Conference for Students and Ph.D. Students (Lviv, April 19–21, 2021). – Lviv: LLC Romus-Poligraf, 2021. – P. 69-70.
  34. Stefanowski, N., Tkachenko, H., & Kurhaluk, N. (2021). Oxidatively modified proteins in the erythrocyte suspension of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss Walbaum) after treatment with extracts derived from roots and stalks of Chelidonium majus In: Medicinal Herbs: from Past Experience to New Technologies: Proceedings of Ninth International Scientific and Practical Conference; June, 29-30, 2021, Poltava State Agricultural Academy, Poltava, Ukraine. – P. 161-166. http://doi.org/ 10.5281/zenodo.5541344.
  35. Stefanowski, N., Tkachenko, H., Kurhaluk, N., & Aksonov, I. (2021). Biomarkers of oxidative stress in the muscle tissue of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss Walbaum) after in vitro treatment by extracts derived from stalks and roots of greater celandine (Chelidonium majus). Naukovo-tekhnichnyi biuleten Instytutu tvarynnytstva NAAN– Scientific and Technical Bulletin of the Institute of Animal Science of the National Academy of Agrarian Science of Ukraine, Kharkov, 126, 4–14. https://doi.org/10.32900/2312-8402-2021-126-4-14.
  36. Tripathi, R., Gupta, R., Sahu, M., Srivastava, D., Das, A., Ambasta, R. K., & Kumar, P. (2022). Free radical biology in neurological manifestations: mechanisms to therapeutics interventions. Environmental Science and Pollution Research International, 29(41), 62160–62207. https://doi.org/10.1007/s11356-021-16693-2.
  37. Warowicka, A., Qasem, B., Dera-Szymanowska, A., Wołuń-Cholewa, M., Florczak, P., Horst, N., Napierała, M., Szymanowski, K., Popenda, Ł., Bartkowiak, G., Florek, E., Goździcka-Józefiak, A., & Młynarz, P. (2021). Effect of Protoberberine-Rich Fraction of Chelidonium majus on Endometriosis Regression. Pharmaceutics. 13(7), 931. https://doi.org/10.3390/pharmaceutics13070931.
  38. Zar, J. H. (1999). Biostatistical Analysis. 4th, Prentice Hall Inc., New Jersey.
  39. Zielińska, S., Jezierska-Domaradzka, A., Wójciak-Kosior, M., Sowa, I., Junka, A., & Matkowski, A. M. (2018). Greater Celandine’s Ups and Downs-21 Centuries of Medicinal Uses of Chelidonium majus From the Viewpoint of Today’s Pharmacology. Frontiers in Pharmacology, 9, 299. https://doi.org/10.3389/fphar.2018.00299.
  40. Zou, C., Lv, C., Wang, Y., Cao, C., & Zhang, G. (2017). Larvicidal activity and insecticidal mechanism of Chelidonium majus on Lymantria dispar. Pesticide Biochemistry and Physiology, 142, 123–132. https://doi.org/10.1016/j.pestbp.2017.04.009.